Fecha de recepción: 08/04/2023 / Fecha de revisión: 10/04/2023 / Fecha de aceptación: 23/04/2023

Introducción

En la actualidad, los sistemas alimentarios generan importantes pérdidas y desperdicios de alimentos que se desechan en los diferentes eslabones de la cadena alimentaria por distintas razones, que pueden ser consecuencia tanto de la acción humana como de factores externos; ambientales o de cultivo ⁽¹⁾.

Reducir la pérdida y el desperdicio de alimentos (PDA) es una necesidad imperiosa y los consumidores son uno de los pilares fundamentales para contribuir en esta causa, ya que por cada producto que se desecha, se desaprovechan nutrientes, agua y energía; provocando no solo deterioro ambiental sino también grandes mermas económicas ⁽²⁾. Según investigaciones de la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (FAO), en el mundo 842 millones de personas sufren hambre y el 30% de los alimentos que se producen se pierden o desperdician, esto es alrededor de 1.300 millones de toneladas, equivalentes a un tercio de la producción mundial ⁽³⁾.

La calabaza o zapallo, es una de las especies que integra la familia de las Cucurbitáceas, representada por alrededor de 120 géneros y 800 especies. El género Cucurbita es nativo del continente americano. Incluye cerca de 27 especies que pueden ser anuales o perennes y son cultivadas principalmente para el consumo de sus frutos al estado maduro o inmaduro, pero también se consumen otras partes de la planta como las semillas, hojas y flores ⁽⁴⁾.

Las semillas de calabaza se descartan como residuos vegetales antes de su consumo, éstas contienen importantes cantidades de compuestos nutritivos como lípidos y proteínas ⁽⁵⁾ que aportan hasta el 80 - 85% del peso seco del embrión ⁽⁴⁾. Se componen de un 40 a 52% de aceite, de los cuales 29% es ácido oleico y 51,9% ácido linoleico; además contienen proteínas, minerales (magnesio, fósforo, cobre, potasio, hierro, zinc, manganeso), β-caroteno y γ-tocoferol ⁽⁶⁾. 

Las semillas oleaginosas se utilizan como materia prima para la obtención de aceites comestibles ya que acumulan lípidos, proteínas y carbohidratos como sustancias de reserva ⁽⁷⁾. La principal característica de las células de estas semillas es la existencia de organelas celulares llamadas cuerpos lipídicos y proteínicos, las cuales contienen respectivamente, la mayoría del aceite y proteínas del grano ⁽⁸⁾. Los cuerpos lipídicos (también llamados oleosomas o esferosomas) son el sitio de reserva de lípidos, los cuales están inmersos en una red citoplasmática, compuesta de proteína y su tamaño frecuente oscila entre 1 a 2 µm ^{(8, 9)}. Las paredes celulares están compuestas de celulosa, hemicelulosa, lignina y pectina; y su ruptura durante los diferentes procesos de extracción (solventes orgánicos, fluidos supercríticos, prensado y enzimas hidrolíticas) expone el aceite localizado en el interior de la célula y facilita la filtración del solvente, dentro del cual los lípidos pueden difundir ⁽⁸⁾. 

Los aceites vegetales proveen ácidos grasos esenciales que el organismo no puede sintetizar y se deben ingerir con la alimentación, como el ácido linoleico y linolénico (rango de ingesta entre el 2,5 y el 9% de la energía), los cuales influyen en la prevalencia y gravedad de las enfermedades crónicas no transmisibles tales como diabetes, cáncer, cardiopatías y la disminución funcional vinculada con la edad ^(10,11).

Estudios sobre la composición química del aceite de semillas calabaza, de distintos orígenes y variedades, describen la presencia de cuatro ácidos grasos en cantidades significativas como lo son el ácido linoleico, oleico, palmítico y esteárico ^{(6, 12, 13, 14)}, los dos primeros, ampliamente reconocidos por sus beneficios para la salud ⁽¹⁵⁾. 

La microencapsulación es una tecnología que permite encapsular principios o ingredientes activos (materiales centrales o de núcleo) recubiertos por una pared polimérica con propiedades hidrofóbicas y/o hidrofílicas (encapsulado o material de pared). Los productos resultantes se designan como micropartículas ⁽¹⁶⁾, con tamaños que varían desde 1 hasta 1000 µm ⁽¹⁷⁾. La industria alimentaria la aplica por sus múltiples beneficios: brinda protección contra factores como calor, aire, luz, humedad y oxígeno, previene la volatilización y extiende la vida útil de aceites y ácidos grasos esenciales, mejora el sabor, aroma, estabilidad, valor nutritivo y apariencia del alimento elaborado, permite la transformación de sustancias activas líquidas en sólidas, facilita su manipulación en la industria, otorga resistencia al procesamiento, almacenamiento, transporte y comercialización, permite controlar la liberación de las sustancias microencapsuladas y facilita su inclusión como ingrediente dentro de la industria alimenticia ^{(16, 18, 19, 20)}.

Diversos estudios realizados en el aceite de semilla de calabaza concluyeron que, las características fisicoquímicas del mismo son adecuadas para ser utilizado con fines alimentarios o como materia prima en productos con diversos usos industriales ^{(5, 10, 21, 22, 23)}. Por otra parte, investigaciones basadas en la microencapsulación de aceite mediante secado por aspersión, infieren que el empleo de la mezcla polimérica de goma arábiga-maltodextrina resulta apropiada para enmascarar de forma eficaz el aceite y obtener micropartículas con características morfológicas deseables que eviten el contacto directo con el oxígeno, previniendo así su degradación y alargando el tiempo de vida útil, además de garantizar una eficiencia de encapsulación superior al 90% y una perdida por desecación por debajo del 10% ^{(24, 25)}.

Un informe realizado por la Comisión para la Cooperación Ambiental, sobre la caracterización y gestión de la pérdida y el desperdicio de alimentos en América del Norte, da prioridad a la reducción de la PDA en la fuente y en la recuperación de alimentos, antes que en el reciclaje y la disposición final de desechos, en las etapas de postcosecha, procesamiento, distribución, venta, servicios de preparación y restauración de alimentos ⁽²⁶⁾. Es por ello que, la presente investigación se desarrolló con el objetivo de extraer, caracterizar y microencapsular el aceite de semillas de calabazas, recuperadas de un servicio de alimentación que produce diariamente este tipo de residuos, valorando sus propiedades nutricionales al reincorporarlas al ciclo productivo como potencial ingrediente para la formulación productos alimenticios.

Método

Se planteó la realización de un estudio experimental. 

Las semillas de 45 calabazas fueron recolectadas del Comedor Estudiantil de la Universidad Nacional de Salta, Argentina. Las cuales fueron lavadas con agua fría ⁽²⁷⁾ y frotadas con una malla de polipropileno (1 mm) para retirar restos de pulpa. El secado de las semillas enteras (con cáscara) se realizó en estufa a 40 ± 1 °C con aire forzado durante 16 horas hasta alcanzar una humedad de 5,7 ± 1,9% ⁽²¹⁾. Se seleccionó aquellas con ausencia de daños en la superficie y con presencia de pulpa al tacto ⁽²⁷⁾, se envasó al vacío en bolsas herméticas “BoiZip” y se almacenaron en refrigeración a una temperatura de 4 ± 2 °C.

Se determinó la composición química en las semillas con (SCC) y sin cáscara (SSC): humedad por desecación en estufa a una temperatura de 105 ± 1 °C, hidratos de Carbono por método de Felhing Cause Bonnas, proteínas por método de Kjeldhal, grasas por método de Soxhlet, cenizas por calcinación en mufla a una temperatura de 600 ± 5 °C, todos según métodos oficiales ⁽²⁸⁾. 

Se estandarizó el proceso de extracción de aceite mediante diversos métodos, con la finalidad de seleccionar aquel que se adecue a los objetivos y resulte eficaz y eficiente a los fines del trabajo: EA1 utilizando una prensa de mano y ejerciendo presión manual sobre cada una de las semillas sin cáscara; EA2 a través de una prensa hidráulica y utilizando un pastillero de acero inoxidable como recipiente, se ejerció presión sobre las semillas enteras (sin triturar) con y sin cascara, aplicando una fuerza de 4 a 5 toneladas; EA3 con prensa hidráulica, empleando dos placas de acero inoxidable superpuestas, se ejerció presión sobre las semillas sin cáscara (colocadas entre los dos receptáculos) con una fuerza de 4 a 5 toneladas; EA4 empleando una prensa de elaboración casera, se colocó semillas con y sin cáscaras (enteras y trituradas) en el recipiente destinado a tal fin y se ejerció presión de manera manual y EA5 por maceración con solvente orgánico, adaptado a los procesos empleados por Betancurt ⁽²³⁾ y González y Yánez ⁽²⁹⁾. Se retiró la cascara de forma manual, se trituró las semillas en molinillo Arcano de acero inoxidable, modelo FW 100, 460 W a 24000 rpm y se pasó por mortero hasta obtener una pasta fina_. Se realizó la extracción mezclando con solvente orgánico en una proporción 1:2 (muestra:hexano) ⁽²³⁾. La mezcla se dejó en reposo durante 48 horas en refrigeración y con agitación intermitente en agitador magnético Stir Decalab 2000 rpm. Finalmente se centrifugó en centrífuga refrigerante “DAMON/IEC” durante 15 minutos, velocidad 4 para separar el aceite; se evaporó el solvente en rotavapor Lavarota 4000  a 60 – 70 °C  a una presión entre 300 – 400 mmHg y se almacenó en frascos de vidrio color ámbar en refrigeración (4 ± 2 °C) ⁽²⁹⁾.

La determinación de ácidos grasos se realizó según el método oficial de la AOAC 996.01-1996 ⁽³⁰⁾ partiendo de una metilación, se colocó 3 g de aceite obtenido por el método EA5 en un balón y se adicionó 10 ml de solución metanólica de NaOH 0,5M, se llevó a reflujo por 10 minutos. Se agregó 10 ml de trifluoruro de boro y continuó a reflujo por 5 minutos. Finalmente, se añadió 10 ml de heptano y se dejó 1 minuto. Se retiró el balón y una vez frío se transfirió el contenido a tubos de centrífuga agregando 5 ml de solución saturada de NaCl. Se centrifugó durante 10 minutos y la capa superior se recogió para el análisis. Estos se inyectaron en un cromatógrafo de gases Clarus 680 acoplado a un espectrómetro de masas Clarus 600, columna capilar Elite-Wax 30 m, usando hidrógeno como gas carrier, los cuales se prepararon de acuerdo al método FAMEs ⁽³⁰⁾. La lectura se realizó por triplicado y los datos se informaron como porcentajes de área relativa. Los resultados se expresaron en g del ácido graso/100 g de aceite a través del siguiente cálculo:

[(Ai) x (P13:0)/ (A13:0) x (Ri)]

Ai = área máxima de la muestra de ácidos grasos individuales como ésteres metílicos 

P13:0 = peso (mg) de la muestra 

A13:0 = área del pico del estándar interno 

Ri = factor de respuesta para cada ácido graso. 

La microencapsulación se realizó mediante secado por aspersión. La emulsión se formuló con las siguientes proporciones: goma arábiga 24%, maltodextrina 12%, aceite 18% y se completó el volumen con agua destilada ⁽³¹⁾. La homogenización se realizó con licuadora de mano por 5 minutos y con Ultra Turrax modelo K41, TRI-R durante 5 minutos más hasta obtener una mezcla homogénea sin separación de fases ⁽²⁴⁾.

Se realizó prueba de estabilidad de la emulsión según Carneiro et al. ⁽³²⁾: se colocó 50 ml de muestra en una probeta y se almacenó a temperatura ambiente (21 ± 1 ºC) durante 24 horas, posteriormente se midió el volumen de separación de fases y se expresó la estabilidad en porcentaje de separación a través de la siguiente fórmula:

E1: medición de fase superior luego de 24 horas

H0: valor de la emulsión inicial

Se empleó equipo Mini Spray Dryer Buchi B – 290 con un sistema de aspersión con boquilla de 1,5 mm de diámetro. La emulsión se atomizó dentro de una corriente de aire caliente con temperaturas de entrada y salida de 150 y 100 ± 1 °C respectivamente ⁽²⁵⁾, bombeo 25% y flujo de aire 30 – 40 m3/h. Las microcápsulas se conservaron en envases de vidrio color ámbar de 200 ml con tapa a temperatura ambiente (21 ± 1 ºC) durante 40 días para medir posteriormente la estabilidad oxidativa.

La caracterización de las microcápsulas para evaluar la calidad de las mismas se realizó a través de las siguientes determinaciones: 

• Aceite libre o superficial: se pesó 1 g de las microcápsulas y se agregó 8 ml de hexano. Se agitó manualmente 4 minutos y se pasó por papel de filtro a un vaso de precipitado previamente tratado y pesado. Se evaporó en estufa a 60 °C hasta sequedad y se determinó el contenido de aceite libre por método gravimétrico ⁽³²⁾.

V1: vaso de precipitado con muestra después de la estufa 

V2: vaso de precipitado sin muestra luego de ser tratado

• Aceite total: se pesó 0,5 g de polvo, se añadió 4 ml de agua bidestilada y se agitó manualmente hasta disolución. Se añadió hexano/isopropanol (3:1 v/v) y se agitó manualmente durante 5 minutos. Se transfirió a tubo de centrífuga y se centrifugó durante 15 minutos. La fase clara, se pasó a un vaso de precipitado previamente tratado y pesado. Se evaporó en estufa a 60 °C hasta sequedad y la cantidad de aceite extraído se determinó gravimétricamente ⁽³³⁾.

V1: vaso de precipitado con muestra después de la estufa 

V2: vaso de precipitado sin muestra luego de ser tratado

• Eficiencia de encapsulación (EE): se calculó aplicando la siguiente ecuación  ⁽³²⁾:

 AT: es el total de aceite contenida en la capsula 

 AS: el aceite de superficie

• Carga útil: se calculó tomando la relación de masa del aceite encapsulado a la masa total del polvo ⁽³⁴⁾.

MA (masa de aceite): cantidad de aceite en gramos.

MP (masa de polvo): cantidad de microcápsulas en gramos

• Morfología de las microcápsulas: el tamaño y la forma geométrica de las microcápsulas se observó en microscopio electrónico de barrido (SEM) Jeol (JSM 6480 LV, Tokio, Japón), con un voltaje de aceleración de 15 Kv, incluyendo los sensores de electrones secundarios y retrodispersados, trabajando con alto y bajo vacío. La microfotografía por SEM más representativa fue seleccionada para su presentación ⁽²⁴⁾.

Para determinar la estabilidad al almacenamiento del aceite y de las microcápsulas, las muestras fueron envasadas en recipientes de vidrio color ámbar a temperatura ambiente (21 ± 1° C) y en oscuridad en un lugar cerrado, a fin de analizar los cambios producidos en el aceite y en las microcápsulas durante un periodo de 40 días de almacenamiento. Luego, a través del índice de peróxido (IP) y de la prueba del ácido tiobarbitúrico (ATB), se analizaron las alteraciones ocurridas durante el transcurso del tiempo.

Para la determinación del IP se adaptó el método  965.33 ⁽³⁰⁾, aplicando el siguiente procedimiento: 

Se pesó en un erlenmeyer de 250 ml con tapón de vidrio 1 g de aceite, se agregó 30 ml de solvente (3 partes de ácido acético glacial y 2 de cloroformo) y se agitó manualmente durante 1 minuto. Posteriormente se añadió 5 ml de la solución saturada de ioduro de potasio y se dejó reposar 1 minuto en oscuridad con agitación ocasional. Luego, se agregó 50 ml de agua para frenar la reacción y previo a la titulación, se adicionó 5 ml de la solución de almidón al 1%. Se tituló con Tiosulfato de sodio 0,01N hasta viraje final. Simultáneamente se realizó un blanco donde el consumo de Tiosulfato de sodio fue < 0,2 ml.  Se calculó aplicando la siguiente ecuación

S: gasto de Tiosulfato de sodio en ml corregido con el blanco 

N: normalidad del Tiosulfato de sodio 

La determinación de ATB se realizó aplicando el siguinete procedimiento: se pesó 3 g de aceite en un vaso de precipitado y se agregó 10 ml hexano. Posteriormente se trasvasó a una ampolla de decantación y se añadió 10 ml del reactivo ácido tiobarbitúrico (disuelto en ácido acético glacial al 50%), se agitó manualmente por 5 minutos y se dejó reposar hasta que las fases se separaron. Se recolectó la parte inferior en un tubo de ensayo (la parte inferior es la que contiene el malonaldehído) y se colocó en un baño en ebullición por 10 minutos. Pasado el tiempo se enfrió en baño de agua fría hasta temperatura ambiente y a los 5 minutos se realizó la lectura de la absorbancia a 530 nm en un espectrofotómetro. El valor fue expresado en mg MDA/kg ⁽³⁵⁾. 

Los resultados se presentan como media ± desvío estándar. Para encontrar diferencias significativas entre los análisis, se utilizó la prueba t de student para muestras independientes (p <0,05) y se realizó el calculo mediante software estadístico InfoStat v. 2016p.

Resultados

La humedad final de todas las semillas enteras luego del tratamiento en estufa fue de 5,33 ± 0,99%. Los resultados de las determinaciones químicas de las semillas de calabaza con (SCC) y sin (SSC) cáscara se muestran en la tabla 1.

 

Tabla 1

Análisis químico de las semillas de calabaza con y sin cáscara (Cucurbita maxima Duchesne ex Lam.)

Parámetros (100 g)	SCC			SSC
Humedad (%)	5,00ª	±	0,00	4,50b	±	0,00
Carbohidratos (g)	10,26a	±	0,15	7,36b	±	0,43
Proteínas (g)	37,10a	±	0,74	34,13b	±	0,74
Grasas (g)	40,39a	±	0,53	52,33b	±	0,58
Cenizas (g)	3,62a	±	0,25	4,17a	±	0,29

Letras distintas entre filas, indican diferencias significativas (p <0,05) 

.

La tabla 2 resume las características cualitativas de cada método empleado para la extracción de aceite. 

 

Tabla 2

Características cualitativas de los métodos de extracción 

 

EA1	EA2	EA3	EA4	EA5
Dificultad para la recolección de aceite Pérdidas y disminución en el rendimiento  Gran cantidad de remanente en los recipientes utilizados				Eficiente para la recolección de aceite  Menor pérdida  Menor remanente  Menor costo por mayor rendimiento (31,86 ± 3,98%).

 

En la figura 1 se observa el aceite resultante de la extracción.

 

 

Figura 1

 Aceite de semilla de calabaza (Cucurbita maxima Duchesne ex Lam)

 

Se observó la presencia de cuatro ácidos grasos en el aceite extraído por el método EA5:  ácido linoleico (18:2) 62,98 ± 2,47%, oleico (18:1) 17,69 ± 0,64%, palmítico 12,06 ± 1,03% y  esteárico 6,02 ± 0,90%.

La emulsión preparada para la microencapsulación a las 24 horas después de su homogeneización se encontraba cinéticamente estable (0% separación de fases). El porcentaje de carga de goma arábiga mejoró la estabilidad del encapsulado y la maltodextrina contribuyó a la formación de un polvo fino y de color uniforme tal como se observa en la figura 2. 

 

 

Figura 2

 Microcápsulas de aceite de semilla de calabaza (Cucurbita maxima Duchesne ex Lam)

Los parámetros aplicados para caracterizar a las microcápsulas y los resultados obtenidos, se muestran en la tabla 3.

 

Tabla 3 

Caracterización de las microcápsulas de aceite de semilla de calabaza

 

Parámetros	Valor
Aceite libre (%)	2,33	±	0,57
Aceite total (%)	25,33	±	1,15
EE (%)	90,71	±	2,77
Carga útil (%)	20,59	±	1,15

 

Las características morfológicas de las microcápsulas presentaron diferentes tamaños que oscilaron entre 5 a 20 μm, con formas esféricas y cóncavas, de superficie lisa, sin poros ni grietas tal como se observa en la figura 3. 

 

Figura 3

 Características morfológicas de las microcápsulas

Los resultados de las pruebas de estabilidad al almacenamiento a través de IP y ATB en el aceite y en las microcápsulas, se muestran en la figura 4.

Figura 4

 Estabilidad al almacenamiento del aceite y las microcápsulas de semilla de calabaza (Cucurbita maxima Duchesne ex Lam.)

El IP en la muestra aceite fue de 2,33 ± 0,57 mEq O2/kg en el día 1 y 40, valor que se mantuvo estable durante todo el periodo de almacenamiento y sin diferencias estadísticas significativas (p <0,05). La prueba de ATB arrojo resultados de 0,271 ± 0,01 y 0,317 ± 0,01 MDA/kg respectivamente (p <0,05).

En las microcápsulas, el valor de IP fue de 2,50 ± 0,71mEq O2/kg en el día 1 y 40, comportamiento similar al de la muestra de aceite y sin diferencias estadísticas significativas (p <0,05). El resultado de ATB fue de 0,341 ± 0,01 y 0,363 ± 0,01 MDA/kg respectivamente (p <0,05).

 

Discusión y conclusiones

El porcentaje de humedad final de todas las semillas fue adecuado para inhibir el crecimiento de microorganismos e inactivar las enzimas que podrían deteriorar a las mismas ⁽³⁶⁾.

Los valores de la composición química comparados a los reportados por Kipping et al. ⁽¹⁵⁾ fueron: humedad similar a lo encontrado de 5,58% SCC y 4,45% SSC; carbohidratos superior a 5,57% y 6,99% en SCC y SSC respectivamente, esta diferencia podría estar asociada a la presencia de fibra en las mismas, al método aplicado para su determinación y a la variedad de la especie utilizada ⁽³⁷⁾; los valores de proteínas y grasas fueron superiores a 28,92% SCC y 24,36% SSC y 35% SCC y 49% SSC respectivamente, obtenidos por Kipping et al. ⁽¹⁵⁾.

La concentración de grasa del presente estudio, comparados con otros aceites vegetales, son similares a los de girasol 43 - 51,1% ⁽³⁸⁾ y colza 40 – 48% y superiores a los de maíz 33%, cártamo 30 – 35% y soja 18 – 22% ⁽³⁷⁾, característica que hace a la materia prima utilizada, fuente potencial y valiosa para la extracción. 

La bibliografía reporta diferencia en el contenido de cenizas de  1,43% SCC y 5,37% SSC ⁽²³⁾, 5,3% SCC ⁽³⁷⁾ y 3,95% SSC ⁽³⁹⁾. Las diferencias en la composición, podrían atribuirse a la variedad de la especie, el clima, las prácticas de cultivo, la composición del suelo y la madurez de la hortaliza al momento de la cosecha ^(33,37).

Los métodos EA1, EA2, EA3 y EA4 podrían generar mayor costo si se desea implementar a escala piloto o industrial para la extracción de aceite. El porcentaje de extracción obtenido por el método EA5 supera con el 5 y 9% a lo reportado en la bibliografía ^{(14, 23)}. La utilización de hexano como solvente, otorgó buena solubilidad del aceite y fácil separación del mismo en el proceso de evaporación. El color verde, similar al aceite de oliva, podría atribuirse a la presencia de clorofila en las semillas de calabaza C. maxima Duchesne ex Lam.

En cuanto al perfil de ácidos grasos, el contenido de ácido linoleico (62,98 ± 2,47%) fue superior a lo reportado por Kipping et al. ⁽¹⁵⁾ de 51,87%. Este ácido graso se considera esencial junto al ácido linolénico, puesto que su formación en el organismo no es posible y el equilibrio entre ambos son cruciales en la regulación de procesos inflamatorios tales como síndrome metabólico, diabetes y obesidad ⁽¹¹⁾. El valor de ácido oleico (17,69 ± 0,64%) fue inferior a los encontrados por otros autores de 29,04% ⁽¹⁵⁾, 31,34% y 32,40% ⁽³⁹⁾. Esto podría atribuirse a la variedad y a la especie ^{(5, 37)}; y estar compensadas por el mayor aporte de linoleico en las semillas estudiadas respecto a la bibliografía citada. El consumo de este ácido graso monoinsaturado, previene y reduce el riesgo de accidentes coronarios y enfermedades metabólicas ⁽¹¹⁾. El contenido de ácido palmítico (12,06 ± 1,03%) fue similar a lo reportado por Kipping et al. ⁽¹⁵⁾ de 11,64% e inferior a los de Kim et al. ⁽⁴⁰⁾ de 13,14 y 14,07%. Si bien este ácido graso saturado no tiene un efecto benéfico para el organismo, su concentración es baja y con el consumo habitual de este aceite no se podría superar el 10% de la energía diaria recomendada  ⁽¹¹⁾. Con respecto al ácido esteárico (6,02 ± 0,90) fue inferior a lo observado en la bibliografía de 7% ⁽¹⁵⁾, 7,33% y 4,67% ⁽⁴⁰⁾. Las diferencias podrían atribuirse a la diversidad genética ⁽³⁷⁾.

La estabilidad de la emulsión podría atribuirse a la capacidad emulsionante de los materiales de pared utilizados que mantuvieron la mezcla invariable ^{(24, 32)}. 

El aceite libre fue similar al reportado por López et al. ⁽²⁴⁾ de 2,3%, quien establece además, un límite del 10% para este parámetro. El bajo porcentaje podría atribuirse al papel que desempeña la goma arábiga y la maltodextrina al contener el principio activo dentro de capsula ⁽³³⁾.

La proporción de aceite total está relacionado con el %EE, y estos fueron superiores a los alcanzados por Klinkesorn et al. ⁽³³⁾ de 18,37% y 86,94% respectivamente. Según Barbosa et al. ⁽⁴¹⁾ cuanto más estable es la emulsión desde el inicio, mayor será el %EE; pudiendo atribuir esta característica al proceso de elaboración de la mezcla y al sistema goma arábiga-maltodextrina que mantuvo la estabilidad del preparado previo al secado por aspersión ⁽²⁴⁾.

La carga útil (cantidad de polvo resultante después del secado) sugiere que el rendimiento del producto fue menor a lo reportado por otros autores de 63,2% ⁽³¹⁾, 82,1% ⁽²⁵⁾ y 97,4% ⁽²⁴⁾; lo cual podría atribuirse a los depósitos de partículas alrededor de la tapa de pulverización y en la pared de la cámara del equipo utilizado, a la temperatura de entrada, a la concentración de polímeros y al modelo de pulverizador utilizado ⁽⁴²⁾.

Según diferentes autores, las características obtenidas por SEM resultan ventajosas, ya que previenen la degradación y alargan el tiempo de vida útil de los encapsulados ^{(24, 25)}.

La oxidación de las grasas, es una de las principales causa del deterioro de los alimentos. Según Jiménez ⁽³⁵⁾, el aumento de ATB podría estar relacionado con el inicio de la formación de compuestos carboxílicos producto de la degradación de ácidos grasos o de peróxidos; sin embargo, las cifras obtenidas no superan el valor de referencia de 0,7 a 1 mg MDA/kg.

Los valores de la estabilidad al almacenamiento del aceite y de las microcápsulas, demuestran que ambas muestras tienden a un comportamiento estable, sin evidencia de oxidación según los resultados obtenidos. En el aceite, podría atribuirse a la presencia de antioxidantes naturales como los tocoferoles (componentes no glicéridos de gran importancia en los aceites vegetales) responsables de la estabilidad oxidativa durante el procesamiento y el almacenamiento ^{(21, 39, 36, 43)}; y en las microcápsulas, a los polímeros utilizados como material de pared (goma arábiga y maltodextrina) y al %EE obtenido que otorgaron protección y conservaron a las partículas adecuadamente.

Los resultados de este trabajo, demuestran que fue factible reutilizar un residuo como las semillas de calabaza Cucurbita maxima Duchesne ex Lam., para la extracción de aceite con buenas características nutricionales, destacándose por el aporte de linoleico y oleico. Fue posible microencapsular el aceite mediante el secado por aspersión y el sistema goma arábiga-maltodextrina permitió obtener emulsiones estables y homogéneas, con alto porcentaje de eficiencia de encapsulación. El aceite extraído y las microcápsulas se mantuvieron estables durante 40 días de almacenamiento, sin presentar evidencia de deterioro causado por los fenómenos de oxidación.

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